Статьи

11.03.2011

Современное состояние вопросов измерения и представления результатов выделения альбумина с мочой (часть 2)

Действующие рутинные методы измерения альбумина в моче

РУТИННЫЕ МЕТОДИКИ ИЗМЕРЕНИЯ АЛЬБУМИНА В МОЧЕ

Концентрации альбумина в моче ниже 150 мг/л лежат ниже предела определения колориметрических тестовых полосок («мочевых полосок»), применяемых для рутинного анализа мочи. Различные иммуноанализы, включая турбидиметрические, нефелометрические и 2-участковые иммунометрические методы, обычно имеют нижний предел определения 2 – 10 мг/л (114, 115). Формат этих методов предполагает жидкие реагенты при количественном нефелометрическом или спектрофотометрическом измерении и полоски с боковым притоком при полуколичественном визуальном определении. В рутинных клинических методах применяются как поликлональные, так и моноклональные антитела, что может влиять на их чувствительность при измерении видоизменённых форм и фрагментов альбумина.

В качестве альтернативного метода применяется эксклюзионная жидкостная хроматография, дающая для большинства проб более высокие значения, чем иммуноанализ. Это наблюдение привело к спорной гипотезе о том, что эксклюзионная хроматография выявляет формы альбумина, не обнаруживаемые иммуноанализом (114, 116 – 118). Эту гипотезу ставит под сомнение подтверждённая реакционноспособность поликлональной антисыворотки с множественными антигенными участками альбумина (82, 113). Кроме того, в результаты эксклюзионного метода вносят вклад другие молекулы примерно одного размера с альбумином, в том числе несколько белков мочи (82). 

РЕЗУЛЬТАТЫ ПРОЦЕДУР ИЗМЕРЕНИЯ АЛЬБУМИНА В МОЧЕ

Данные о согласованности результатов между методами и лабораториями, использующими свежесобранные пробы мочи, отсутствуют. Поэтому мы исследовали межлабораторные и междуметодные вариации результатов схем внешнией оценки качества (EQAS). В принципе, пробы, задействованные в этих проверках, должны отражать содержание и состав альбумина в естественной моче и быть взаимозаменяемыми с ней. На практике же пробы, использованные в EQAS, часто готовились путём добавления очищенного альбумина и креатинина и могут содержать другие аналиты, стабилизаторы и добавки, регулирующие pH. Такие пробы могут иметь менее сложный состав растворённых веществ и более гомогенную молекулу альбумина, чем естественная моча, и давать более совпадающие результаты EQAS, чем давала бы моча.

Таблица 3 показывает, что различные организации, занимавшиеся EQAS, использовали разные материалы и обрабатывали их разными способами. Пробы, представлявшие собой жидкую естественную мочу без добавления или с небольшим добавлением очищенного альбумина и креатинина, более склонны к взаимозаменяемости. Опыт Норвежского центра обеспечения качества первичной медицинской помощи (NOKLUS) показывает, что пробы мочи пациентов с альбуминурией в некоторых методах анализа ведут себя отлично от нормальной мочи с добавленным очищенным человеческим альбумином. Чем более синтетической и более обработанной является проба, тем более неясна её взаимозаменяемость с естественной мочой. Пробы, подвергавшиеся лиофилизации, по-видимому, не взаимозаменяемы с исходными пробами. Значение невзаимозаменяемых проб в оценке согласования результатов ограничено лишь группой результатов для того же метода и средства, и эти пробы непригодны для оценки согласования между различными методами.

Таблица 3. Обзор программ EQAS в нескольких странах с указанием материалов, использованных для проверки анализов на альбумин в моче.

Программа EQAS а	Тип пробы	Условия приготовления пробы	Условия перед отправкой участникам	Условия при исследовании участниками	Предпо-ложи-тельная взаимо-заменяе-мость б
EQUALIS (Швеция)	Нормальная моча	Добавление хлорида бензамидина к нормальной моче, замораживание, оттаивание и фильтрование. Добавление альбумина и повторное замораживание при –80 °C	Оттаивание и разбавление с добавлением NaCl и креатинина	Жидкая, при комнатной температуре	Да
Labquality (Финляндия, Норвегия и др.)	Нормальная моча	Свежая моча	Добавление альбумина и креатинина	Жидкая, при комнатной температуре	Да
NOKLUS (Норвегия, врачи общей практики)	Моча пациентов с альбуминурией	Замораживание при –80 °C	Оттаивание и стерильное фильтрование	Жидкая, при комнатной температуре	Да
QMP-LS (Онтарио, Канада)	Моча единственного донора с альбуминурией	Для регулировки концентрации может добавляться проба другого пациента с альбуминурией	Хранение при 4 °C	Жидкая, отправка в холодильном контейнере	Да
Digital PT (Британская Колумбия, Канада)	Стабилизированная синтетическая (не донорская) моча	Жидкая, при 4 °C	Жидкая, при 4 °C	Жидкая, отправка в холодильном контейнере	Неиз-вестно
CAP (США)	Нормальная моча	Добавление альбумина, креатинина, других аналитов и консервантов	Хранение при 4 °C	Жидкая, отправка в холодильном контейнере	Неиз-вестно
RCPA-QAP (Австралия)	Нормальная моча	Добавление альбумина, креатинина, других веществ, лиофилизация	Без обработки после лиофилизации, хранение при 4 °C	Лиофилизованная	Нет
а.EQUALIS – Внешний контроль качества в лабораторной медицине (Швеция); NOKLUS – Норвежская программа повышения качества в лабораториях первичной медицинской помощи; GP – general practitioner – врач общей практики; QMP-LS – Quality Management Programme, Laboratory Services – Программа контроля качества, лабораторная служба; CAP – College of American Pathologists – Колледж американских патологов; RCPA-QAP – Royal College of Pathologists of Australasia Quality Assurance Programs – Программы гарантии качества Королевского колледжа патологов Австралазии. б Взаимозаменяемость со свежей естественной мочой пациентов с альбуминурией оценивалась теоретически на основании способа приготовления проб для EQAS и не проверялась опытно на каких-либо материалах.

В Таблице 4 представлены примеры интервалов результатов, полученных в нескольких программах EQAS в различных странах. Там, где от материала EQAS обоснованно ожидалась взаимозаменяемость с мочой, данные для всех участников объединялись для представления совокупных междуметодных и межлабораторных результатов качества. Там, где материал был менее взаимозаменяем, данные были разделены по методам для получения межлабораторных оценок качества в пределах одного и того же метода. Во всех EQAS перед вычислением статистики исключались выбросы (с использованием различных алгоритмов). По доступным данным вычислялся интервал ± 2 среднеквадратичных отклонения для получения центрированного интервала 95% результатов.

Все проверки показали разброс результатов между лабораториями и между процедурами измерения (Таблица 4). Межлабораторные вариации в пределах одного и того же метода были меньше, чем сочетанные межлабораторные-междуметодные вариации, что заставляет предполагать различия в калибровке для разных методов. Затруднительно оценить, соответствует ли текущее качество анализов клиническим требованиям, поскольку эти требования не сформулированы на основе ясно выраженных результатов. Если характеристика качества для погрешности измерения концентрации альбумина в моче составляет половину индивидуального биологического разброса для каждого пациента, а типичная CVi принимается равной 40% (Таблица S1 в приложении к онлайн-версии), результаты EQAS удовлетворяют этому критерию. Смещение среднего не может быть вычислено по причине отсутствия референтной системы.

 Таблица 4. Вариации результатов для альбумина в моче, полученные в рамках EQAS в различных странах.^а

Программа EQAS б	Число проб N	Медиана или среднее, мг/л	Коэффициент вариации, %	Интервал ± 2 СКО
EQUALIS	200	20	10,8	16 – 25
EQUALIS	200	31	8,2	26 – 37
Labquality	136	19	15,4	14 – 25
Labquality	136	76	8,9	63 – 89
QMP-LS	28	20	16,5	14 – 26
QMP-LS	29	22	10,9	17 – 26
QMP-LS	28	58	6,9	50 – 66
NOKLUS (врачи общей практики)	1012	35	12,1	27 – 44
NOKLUS, турбидиметрия	430	20	6,6	17 – 44
NOKLUS, турбидиметрия	424	68	5,2	61 – 74
Digital PT	38	36	11,3	28 – 44
Digital PT	37	74	8,4	61 – 86
CAP, метод A, турбидиметрия	262	25	10,4	20 – 27
CAP, метод A, турбидиметрия	207	87	5,1	79 – 92
CAP, метод B, турбидиметрия	203	27	6,9	23 – 29
CAP, метод B, турбидиметрия	194	83	3,1	78 – 85
CAP, метод C, турбидиметрия	162	30	7,1	26 – 32
CAP, метод C, турбидиметрия	123	88	4,5	80 – 92
CAP, метод D, турбидиметрия	118	26	5,0	24 – 28
CAP, метод D, турбидиметрия	86	84	3,8	78 – 87
CAP, метод E, турбидиметрия	76	24	6,2	21 – 25
CAP, метод E, турбидиметрия	112	87	4,9	78 – 91
CAP, метод F, турбидиметрия	96	26	10,1	21 – 29
CAP, метод F, турбидиметрия	82	89	4,9	81 – 94
CAP, метод G, нефелометрия	95	27	6,2	23 – 28
CAP, метод G, нефелометрия	79	86	5,3	76 – 90
CAP, метод H, нефелометрия	97	26	7	23 – 28
CAP, метод H, нефелометрия	69	93	4,5	84 – 97
RCPA, метод A, турбидиметрия	30	36	8,5	30 – 42
RCPA, метод A, турбидиметрия	30	83	5,8	73 – 93
RCPA, метод B, нефелометрия	20	35	10,5	28 – 42
RCPA, метод B, нефелометрия	20	85	6,2	74 – 95
а Если указан конкретный способ, данные отражают межлабораторные вариации в пределах одного и того же метода; в противном случае приведены объединённые вариации между лабораториями и между методами. б Аббревиатуры те же, что и в Таблице 3.

 Референтрная система для измерения альбумина в моче

Референтная система для альбумина в моче требует как первичного, так и вторичного (с учетом состава матрицы) референтного материала или стандартного образца (РM) и референтной методики измерения (РMИ), посредством которой номинальное значение РM может быть точно перенесено на пробу пациента через иерархию измерений цепочки прослеживаемости (119). В настоящее время на сайте Объединённого комитет по прослеживаемости в лабораторной медицине (JCTLM) не приведены РM или РMИ высшего порядка для альбумина в моче (120).

РM, предназначенный для калибровки рутинных методик измерения, должен во всех процедурах быть взаимозаменяемым (коммутабельным) с естественной мочой. Это свойство означает, что рутинные методы будут иметь одинаковую иммунохимическую реакционную способность с молекулами альбумина в РM и с альбумином в пробах естественной мочи. Определение взаимозаменяемости для мочи более затруднительно, поскольку состав матрицы этого биоматериала обладает высокой изменчивостью при различных патологических состояниях и измеряемая величина (мезюранд) определена нечётко. РМ, содержащий альбумин высокой степени очистки, может не отражать присутствие различных молекулярных форм альбумина в типичной моче. Однако использование в РM очищенного альбумина может стать наиболее практичным средством для достижения стандартизированной калибровки рутинных методик измерения.

 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ, ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ В НАСТОЯЩЕЕ ВРЕМЯ КАК ЭТАЛОНЫ ДЛЯ КАЛИБРОВКИ методик ИЗМЕРЕНИЯ АЛЬБУМИНА В МОЧЕ

Поскольку в настоящее время не существует РM для альбумина, калибровка большинства рутинных методов восходит к разведённому CRM470 (теперь называется ERM-DA470, Институт эталонных материалов и измерений, г. Геель, Бельгия), референтному материалу сывороточных белков высшего порядка с концентрацией альбумина 39,7 г/л (121). Согласованные протоколы разведения для приготовления концентраций CRM470, пригодных для калибровки методов измерения для мочи, не опубликованы. Концентрация альбумина в CRM470 исходно установлена на основании более старого референса белков сыворотки, USNRP 12-0575C (122). Однако структура белков, физико-химические свойства и процедура присвоения значений для USNRP 12-0575C так и не были освещены (121). Рабочая группа IFCC сделала попытку разработать подобный референтный материал для белков мочи, включая альбумин, однако эта цель не была достигнута (123).

По сообщениям японских исследователей, 5 – 10% калибраторов, применяемых в рутинных иммуноанализах, содержат полимеризованный альбумин (51). То же исследование выявило, что в некоторых методах применялось разведение CRM470 на основании номинального значения калибратора, тогда как в других использовался коэффициент молярной абсорбции альбумина человеческой сыворотки.

 ПРЕДЛАГАЕМЫй РЕФЕРЕНТНЫЙ МАТЕРИАЛ ДЛЯ АЛЬБУМИНА В МОЧЕ

Японским обществом клинической химии и Японским комитетом клинических лабораторных стандартов была организована разработка возможных новых вторичных референтрных материалов мочевого альбумина с хорошо определёнными физико-химическими свойствами и структурой белка (124). РМ был изготовлен из чистого мономера человеческого сывороточного альбумина (> 97,5%) в растворе 0,5 моль/л NaCl, 20 г/л сахарозы и 0,5 г/л NaN₃ в 20 ммоль/л фосфатного буфера с pH 7,3. Лиофилизованный материал имел разброс значений менее 3% и был стабилен в течение более 1 года при хранении при 5 – 10 °C и в течение более 20 часов после разведения водой как при 10 °C, так и при 25 °C.

Поскольку для мочевого альбумина нет доступных РMИ, значения предлагаемому РМ были приписаны путем прослеживания до разведённого CRM470 с применением рутинных методик иммуноанализа (124). В результате 13 участвовавших в исследовании рутинных систем измерения дали идентичные иммунохимические реакции с предлагаемым РM и разведённым CRM470. Концентрации, определённые для предлагаемого РM при переносе значений с CRM470 для каждого рутинного метода, были усреднены, и предлагаемому РM была приписана концентрация 226,1 (8,4) мг/л [среднее (неопределенность)] после разведения лиофилизата 3 мл воды.

Японские исследователи планируют проверить взаимозаменяемость  (коммутабельность)предлагаемого РM с естественной мочой и предложить его на утверждение в JCTLM. Они также изучают возможность применения рекомбинантного человеческого альбумина для разработки первичного стандартного образца на основе технологии, использованной для предлагаемого вторичного РM.

ПРЕДЛАГАЕМЫЕ РЕФЕРЕНТНЫЕ МЕТОДИКИ ИЗМЕРЕНИЯ ДЛЯ АЛЬБУМИНА В МОЧЕ

Референтная методика измерения (РMИ) для альбумина в моче должна отвечать требованиям специфического измерения молекул альбумина в естественной моче. Ввиду неоднородности молекулярных форм альбумина в моче этот аналит не очевиден сам по себе и требует определения. Иммунологические методы в качестве РMИ непригодны, поскольку антитела в различных методах могут реагировать с разными эпитопами молекулы альбумина или её фрагментов и, тем самым, измерения, основанные на разных принципах, могут дать различающиеся сигналы.

В ходе недавних исследований в клинике Майо (Рочестер, Миннесота, США) была разработана процедура измерения на основе жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии (LC-MS), определяющая фрагмент альбумина из 24 аминокислот на N-конце. В методе применяется индуцированная излучением фрагментация, введённая с целью устранить необходимость трипсинового расщепления белка и возможные проблемы, связанные с неполным расщеплением. Подобные же результаты были получены с использованием помеченного изотопом ¹⁵N человеческого сывороточного альбумина, полученного в экспрессирующей системе дрожжей (125), или же менее дорогого бычьего сывороточного альбумина (126) в качестве внутренних стандартов. Для калибровки применялась пропущенная через активированный уголь моча с добавлением коммерческого человеческого сывороточного альбумина, концентрация для которой определялась по молярному коэффициенту поглощения (38533 л/(моль × см)) при 280 нм (127).

Поскольку эти процедуры количественно определяют специфичный фрагмент мочевого альбумина, будет необходимо исследовать, в каких пределах нормальная и патологическая моча содержит фрагменты альбумина с этими 24 аминокислотами или усечённые молекулы альбумина с N-концом. Применение LC-MS для обнаружения других фрагментов альбумина может способствовать изучению природы, количества и клинической значимости разновидностей альбумина при заболеваниях почек и сердечно-сосудистой системы. Поскольку метод LC-MS не основан на применении антител, он может стать кандидатом в эталонные процедуры измерения для альбумина в моче.

 

РЕФЕРЕНТНАЯ СИСТЕМА ДЛЯ ИЗМЕРЕНИЯ КРЕАТИНИНА В МОЧЕ

Определение ACR основано на измерении в моче как альбумина, так и креатинина. Разброс вычисленных значений ACR будет отражать комбинацию систематических смещений и погрешностей измерения для обоих аналитов. Для достижения сравнимости значений ACR результатами, полученными другими методами или в других лабораториях, необходима стандартизация измерений как мочевого альбумина, так и мочевого креатинина.

Начатая NKDEP программа стандартизации для сывороточного креатинина была основана на существовании согласованных референтных методик измерения и разработке коммутабельного вторичного РM для него. Подобные же усилия необходимы для введения в практику стандартных измерений высокого качества для креатинина в моче. JCTLM задокументировал референтную методику измерения для креатинина в моче, основанную на изотопном разведении, газовой хроматографии и масс-спектрометрии (128), и сертифицировал первичный стандартный образец (т.е. чистое вещество) для креатинина (Национальный институт стандартов и технологии США, SRM 914a).

По причине отсутствия сертифицированных вторичных РM для мочевого креатинина калибровка рутинных методов его измерения в моче часто выполняется с помощью РM для сыворотки. Однако этот способ не является оптимальным ввиду существенных различий в составах матриц мочи и сыворотки.

 Выводы

Существует ряд вопросов, требующих прояснения для усовершенствования применения анализа на альбумин в моче для наблюдения заболеваний почек. Существующие в настоящее время данные не являются основанием для окончательных выводов или практических рекомендаций. Необходимы дополнительные исследования для получения данных и выяснения фактов с целью обеспечения стандартизации измерений альбумина в моче и разработки нормативов клинической практики, основанных на измерении выделения альбумина с мочой. Рабочая группа NKDEP/IFCC предполагает начать развитие экспериментальных программ для получения дополнительной информации.

СОГЛАСОВАННЫЕ МНЕНИЯ УЧАСТНИКОВ КОНФЕРЕНЦИИ ОТНОСИТЕЛЬНО СУЩЕСТВУЮЩЕЙ ПРАКТИКИ

1.     Рекомендуется использование термина «альбумин в моче»; термин «микроальбумин» не рекомендуется.

2.     Первые утренние пробы мочи дают меньший разброс значений, чем случайные пробы.

3.     Вторые утренние пробы мочи также пригодны, однако не существует данных в пользу того, что этот способ лучше, чем использование первых утренних проб.

4.     Мочевой альбумин следует измерять в моче, которая не подвергалась заморозке. Альбумин в моче достаточно стабилен при хранении пробы перед измерением в течение 7 суток при 2 – 8 °C. Перед помещением пробы в холодильник следует удалить центрифугированием помутнение, вызванное преципитатом или клеточными компонентами.

5.     Охлаждённая моча перед измерением должна быть нагрета до комнатной температуры для растворения образовавшегося преципитата, связывающиего альбумин. Мочу следует визуально проверить на осадок и при необходимости подвергнуть центрифугированию для удаления остаточного преципитата.

6.     Если моча перед измерением подлежит заморозке, следует замораживать её при температуре не выше –70 °C. Перед заморозкой следует удалить центрифугированием помутнение, вызванное преципитатом или клеточными компонентами. Оттаявшие пробы следует перед измерением прогреть до комнатной температуры и тщательно перемещать. Влияние замораживания и оттаивания на молекулярные формы альбумина подробно не изучено.

7.     При всех измерениях альбумина в моче следует представлять значения отношения альбумин/креатинин.

8.     При представлении результатов в единицах «мг альбумина/ммоль креатинина», «г альбумина/моль креатинина», «мг альбумина/г креатинина» или «мкг альбумина/мг креатинина» возникают недоразумения. Это положение дел отражает национальные или региональные предпочтения и, по-видимому, будет сохраняться. Идеальным решением было бы принятие международной системы единиц. На промежуточном этапе должны выполняться единые нормативы в пределах каждой страны или региона.

9.     Концентрации альбумина, выраженные в мг/л, затруднительны для интерпретации и поэтому не должны быть единственными единицами, в которых представляются результаты измерений.

 ВОПРОСЫ, ТРЕБУЮЩИЕ ДАЛЬНЕЙШИХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПО СТАНДАРТИЗАЦИИ ИЗМЕРЕНИЙ И ПРЕДСТАВЛЕНИЯ РЕЗУЛЬТАТОВ ОПРЕДЕЛЕНИЯ АЛЬБУМИНА В МОЧЕ

1.     Выяснение требований к процедурам перед анализом:

• Влияние типа ёмкости.
• Влияние времени сбора мочи (первая утренняя, вторая утренняя, разовая, 24-часовая), связанное с биологической изменчивостью.
• Влияние крови (при менструальном или мочевом кровотечении), семенной жидкости и других физиологических загрязнителей мочи.

2.     Выяснение молекулярных форм альбумина в свежей моче и точное определение этого мезюранда.

3.     Выяснение степени деградации альбумина в моче при различных условиях хранения.

4.     Прояснение вопросов, связанных с вариациями состава матрицы мочи, для которой выполняются процедуры измерения альбумина.

5.     Выяснение клинических требований к общей погрешности измерения альбумина в моче.

6.     Разработка референтной методики измерения.

7.     Разработка вторичного стандартного образца мочевого альбумина, включая проверку его взаимозаменяемости (коммутабельности) и аттестацию в JCTLM.

8.     Разработка вторичного эталонного стандарта мочевого креатинина, включая проверку его взаимозаменяемости  (коммутабельности) и аттестацию в JCTLM.

9.     Выявление надлежащих материалов EQAS, которые позволили бы выполнить сверку качества для рутинных методов измерения.

10. Необходимы стандартизированные результаты измерений, чтобы сделать возможными клинические исследования по определению оптимальных пороговых значений для AER и ACR.

11. Для разовой и первой утренней или другой стандартизированной по времени порции мочи могут требоваться различные пороговые значения, что обусловлено более высоким разбросом значений для разовых проб.

12. Значения ACR зависят от возраста, пола и этнической принадлежности. Пороговые значения, применимые к этим подгруппам, требуют дальнейшего исследования. Единое пороговое значение может не обладать достаточной чувствительностью для каждой из подгрупп.

13. Риск хронических заболеваний почек и сердечно-сосудистых заболеваний является непрерывной функцией концентрации альбумина в моче. Необходимо определять соответствующие пороги риска для данной конкретной группы (например, всё население или же группы высокого риска, такие как диабетики, гипертоники или пациенты с сердечно-сосудистыми заболеваниями).

14. Исследование применимости учитывающих возраст и пол формул преобразования ACR в ожидаемую AER, для которой может быть уместно использование единого референтного интервала.

 Литература

1.        Linksde Jong PE, Curhan GC. Screening, monitoring, and treatment of albuminuria: public health perspectives. J Am Soc Nephrol 2006;17: 2120–6.

2.        American Diabetes Association Position Statement. Standards of medical care in diabetes. Diabetes Care 2007;30:S19 –21.

3.        International Diabetes Federation Clinical Guidelines Task Force. Global guidelines for type 2 diabetes; chapter 14: kidney damage. http://www.idf.org/webdata/docs/GGT2D%2014%20Kidney%20damade.pdf (Accessed November 2008).

4.        Levey AS, Eckardt K, Tsukamoto Y, Levin A, Coresh J, Rossert J, et al. Definition and classification of chronic kidney disease: a position statement from kidney disease: improving global outcomes (KDIGO). Kidney Int 2005;67: 2089–100.

5.        National Kidney Foundation. Kidney disease outcomes quality improvement (K/DOQI™) clinical practice guidelines for chronic kidney disease: evaluation, classification and stratification. Am J Kidney Dis 2002;39:S1–266.

6.        National Kidney Foundation. Kidney disease outcomes quality improvement (K/DOQI™) clinical practice guidelines and clinical practice recommendations for diabetes and chronic kidney disease. Am J Kidney Dis 2007;49:S1–180.

7.        Caring for Australians with Renal Injury (CARI) Guidelines. Urine protein as a diagnostic test. 2004. www.cari.org.au/ckd_urineprot_list_pub 2004.php (Accessed November 2008).

8.        Joint Specialty Committee on Renal Medicine of the Royal College of Physicians and the Renal Association, and the Royal College of General Practitioners. Chronic kidney disease in adults: UK guidelines for identification, management and referral. London: Royal College of Physicians; 2006. 112 p.

9.        Taal M, Tomson C. Clinical practice guidelines: module 1: chronic kidney disease. 2nd ed., final version. Petersfield (UK): The Renal Association; 2007. http://www.renal.org/guidelines/module1. html. (Accessed December 2008).

10.     National Institute for Clinical Excellence. Management of type 2 diabetes: renal disease, prevention and early management (Guideline F); 2002. (Derived from the guideline entitled Diabetic Renal Disease: Prevention and Early Management commissioned from collaboration between the Royal College of General Practitioners, the Royal College of Physicians, and the Royal College of Nursing and Diabetes UK.) http://www.nice.org.uk/Guidance/F. (Accessed November 2008).

11.     National Kidney Foundation. K/DOQI™ clinical practice guidelines on hypertension and antihypertensive agents in chronic kidney disease. Am J Kidney Dis. 2004;43:S1–290.

12.     Estivi P, Urbino R, Tetta C, Pagano G, Cavallo-Perin P. Urinary protein excretion induced by exercise: effect of a mountain agonistic footrace in healthy subjects: renal function and mountain footrace. J Sports Med Phys Fitness 1992;32: 196–200.

13.     Poortmans J, Dorchy H, Toussaint D. Urinary excretion of total proteins, albumin, and beta 2-microglobulin during rest and exercise in diabetic adolescents with and without retinopathy. Diabetes Care 1982;5:617–23.

14.     Sentu. rk UK, Kuru O, Koc.er G, Gu. ndu. z F. Biphasic pattern of exercise-induced proteinuria in sedentary and trained men. Nephron Physiol 2007;105:22–32.

15.     Poortmans JR, Ouchinsky M. Glomerular filtration rate and albumin excretion after maximal exercise in aging sedentary and active men. J Gerontol A Biol Sci Med Sci 2006;61:1181–5.

16.     Bertoluci MC, Friedman G, Schaan BD, Ribeiro JP, Schmid H. Intensity-related exercise albuminuria in insulin dependent diabetic patients. Diabetes Res Clin Pract 1993;19:217–25.

17.     Huttunen NP, Ka. a. r ML, Pietila. inen M, Vierikko P, Reinila. M. Exercise-induced proteinuria in children and adolescents. Scand J Clin Lab Invest 1981;4:583–7.

18.     Vittinghus E, Mogensen CE. Graded exercise and protein excretion in diabetic man and the effect of insulin treatment. Kidney Int 1982;21: 725–9.

19.     Robertshaw M, Cheung CK, Fairly I, Swaminathan R. Protein excretion after prolonged exercise. Ann Clin Biochem 1993;30 (Pt 1):34 –7.

20.     Clerico A, Giammattei C, Cecchini L, Lucchetti A, Cruschelli L, Penno G, et al. Exercise-induced proteinuria in well-trained athletes. Clin Chem 1990;36:562– 4.

21.     Garg SK, Chase HP, Shapiro H, Harris S, Osberg IM. Exercise versus overnight albumin excretion rates in subjects with type 1 diabetes. Diabetes Res Clin Pract 1995;28:51–5.

22.     O’Brien SF, Watts GF, Powrie JK, Shaw KM. Exercise testing as a long-term predictor of the development of microalbuminuria in normoalbuminuric IDDM patients. Diabetes Care 1995;18:1602–5.

23.     Hemmingsen, L, Skaarup P. Urinary excretion of ten plasma proteins in patients with febrile diseases. Acta Med Scand 1977;201:359–64.

24.     Solling J, Solling K, Mogensen CE. Patterns of proteinuria and circulating immune complexes in febrile patients. Acta Med Scand 1982;212: 167–9.

25.     Richmond JM, Sibbald WJ, Linton AM, Linton AL. Patterns of urinary protein excretion in patients with sepsis. Nephron 1982;31:219 –23.

26.     Hernandez C, Simo R. Albumin excretion rate is not affected by asymptomatic urinary tract infection: a prospective study. Diabetes Care 2004;27:1565–9.

27.     Carter JL, Tomson CR, Stevens PE, Lamb EJ. Does urinary tract infection cause proteinuria or microalbuminuria? A systematic review. Nephrol Dial Transplant 2006;21:3031–7.

28.     Watts GF, O’Brien SF, Shaw KM. Urinary infection and albumin excretion in insulin-dependent diabetes mellitus: implications for the measurement of microalbuminuria. Diabet Med 1996;13: 520–4.

29.     Dodge WF, West EF, Smith EH, Bruce Harvey 3rd. Proteinuria and hematuria in schoolchildren: epidemiology and early natural history. J Pediatr 1976;88:327– 47.

30.     Vehaskari, VM, Rapola, J. Isolated proteinuria: analysis of a school-age population. J Pediatr 1982;101:661– 8.

31.     Wagner MG, Smith FG Jr, Tinglof BO Jr, Cornberg E. Epidemiology of proteinuria: a study of 4,807 schoolchildren. J Pediatr 1968;73:825–32.

32.     Rytand DA, Spreiter S. Prognosis in postural (orthostatic) proteinuria: forty to fifty-year follow-up of six patients after diagnosis by Thomas Addis. N Engl J Med 1981;305:618 –21.

33.     Springberg PD, Garrett LE Jr, Thompson AL Jr, Collins NF, Lordon RE, Robinson RR. Fixed and reproducible orthostatic proteinuria: results of a 20-year follow-up study. Ann Intern Med 1982;97:516 –9.

34.     Watts GF, Shaw KM, Polak A. The use of random urine samples to screen for microalbuminuria in the diabetic clinic. Practical Diabetes 1986;3:86–8.

35.     Witte EC, Lambers Heerspink HJ, Bakker SJL, De Jong PE, De Zeeuw D, Gansevoort RT. Timed urine collections or spot urine samples to monitor albuminuria over time [Abstract]? J Am Soc Nephrol 2007;18:337A.

36.     Hofmann W, Guder WG. A diagnostic programme for quantitative analysis of proteinuria. J Clin Chem Clin Biochem 1989;27:589–600.

37.     Mura-Galelli MJ, Voegel JC, Behr S, Bres EF, Schaaf P. Adsorption/desorption of human serum albumin on hydroxyapatite: a critical analysis of the Langmuir model. Proc Natl Acad Sci USA 1991;88:5557– 61.

38.     Hara F, Shiba K. Nonspecific binding of urinary albumin on preservation tube. Jpn J Clin Chem 2003;32(Suppl 1):28 –9.

39.     Nicholov R, Lum N, Veregin RPN, DiCosmo F. Human serum albumin adsorption at solid-liquid interface monitored by electron spin resonance spectroscopy. In: Horbett TA, Brash JL, eds. Proteins at interfaces II: fundamentals and applications. Washington (DC): American Chemical Society; 1995. p 280–95. (ACS symposium series, 0097-6165; 602).

40.     Clark DC, Smith LJ, Wilson DR. A spectroscopic study of the conformational properties of foamed bovine serum albumin. J Colloid Interface Sci 1988;121:136 –7.

41.     Lad MD, Birembaut F, Matthew JM, Frazier RA, Green RJ. The adsorbed conformation of globular proteins at the air/water interface. Phys Chem Chem Phys 2006;8:2179–86.

42.     Osberg I, Chase HP, Garg SK, DeAndrea A, Harris S, Hamilton R, Marshall G. Effects of storage time and temperature on measurement of small concentrations of albumin in urine. Clin Chem 1990;36:1428 –30.

43.     MacNeil MLW, Mueller PW, Caudill SP, Steinberg KK. Considerations when measuring urinary albumin: precision, substances that may interfere, and conditions for sample storage. Clin Chem 1991;37:2120 –3.

44.     Giampietro O, Penno G, Clerico A, Cruschelli L, Cecere M. How and how long to store urine samples before albumin radioimmunoassay: a practical response. Clin Chem 1993;39:533– 6.

45.     Tencer J, Thysell H, Andersson K, Grubb A. Long-term stability of albumin, protein HC, immunoglobulin G, Kappa- and lambda-chain-immunoreactivity, orosomucoid, and alpha 1-antitrypsin in urine stored at –20 degrees C. Scand J Urol Nephrol 1997;31:67–71.

46.     Brinkman JW, de Zeeuw D, Duker JJ, Gansevoort RT, Kema IP, Hillege HL, et al. Falsely low urinary albumin concentrations after prolonged frozen storage of urine samples. Clin Chem 2005;51:2181–3.

47.     Sviridov D, Drake SK, Hortin GL. Reactivity of urinary albumin (microalbumin) assays with fragmented or modified albumin. Clin Chem 2008;54:61– 8.

48.     Brinkman JW, de Zeeuw D, Lambers Heerspink HJ, Gansevoort RT, Kema IP, De Jong PE, Bakker SJL. Apparent loss of urinary albumin during long-term frozen storage: HPLC vs immunonephelometry. Clin Chem 2007;53:1520–6.

49.     Hara F, Nakazato K, Shiba K. Studies of diabetic nephropathy; I, effects of storage time and temperature on microalbuminuria. Biol Pharma Bull 1994;17:1241–5.

50.     Elving LD, Bakkeren JAJM, Jansen MJH, de Kat Angelino CM, de Nobel E, van Munster PJJ. Screening for microalbuminuria in patients with diabetes mellitus: frozen storage of urine decreases their albumin content. Clin Chem 1989; 35:308 –10.

51.     Uemura Y. Preparation of reference material for albumin without lot difference. Laboratory Med 2004;5:557– 61.

52.     Harwell TS, McDowall JM, Eyler N, Little RR, Helgerson SD, Gohdes D. Laboratory testing for microalbuminuria in the general community. Diabetes Care 2000;23:1028 –30.

53.     Fagnani F, Souchet T, Labed D, Gaugris S, Hannedouche T, Grimaldi A. Management of hypertension and screening of renal complications by GPs in diabetic type 2 patients (France–2001). Diabetes Metab 2003;29:58–64.

54.     Edge JA, Swift PG, Anderson W, Turner B; Youth and Family Advisory Committee of Diabetes UK. Diabetes services in the UK: fourth national survey; are we meeting NSF standards and NICE guidelines? Arch Dis Child 2005;90:1005–9.

55.     Aakre KM, Thue G, Subramaniam-Haavik S, Bukve T, Morris H, Mu. ller M, et al. Postanalytical external quality assessment of urine albuminin primary health care: an international survey. Clin Chem 2008;54:1630–6.

56.     Jones G. Urine albumin sampling and reporting: current practice in Australasia. Clin Biochem Newsl 2006:31–3.

57.     Peters T. All about albumin: biochemistry, genetics, and medical applications. San Diego (CA): Academic Press; 1996. 432 pp.

58.     Carter DC, He XM, Munson SH, Twigg PD, Gernert KM, Broom MB, Miller TY. Three-dimensional structure of human serum albumin. Science (Wash DC) 1989;244:1195– 8.

59.     Curry S, Mandelkow H, Brick P, Franks N. Crystal structure of human serum albumin complexed with fatty acid reveals an asymmetric distribution of binding sites. Nature (Lond) Struct Biol 1998;5:827–35.

60.     Iwao Y, Hiraike M, Kragh-Hansen U, Mera K, Noguchi T, Anraku M, et al. Changes in net charge and alpha-helical content affect the pharmacokinetic properties of human serum albumin. Biochim Biophys Acta 2007;1774:1582–90.

61.     Merler E, Remington JS, Finland M, Gitlin D. Differences between urinary albumin and serum albumin. Nature (Lond) 1962;196:1207– 8.

62.     Ghiggeri GM, Ginevri F, Candiano G, Oleggini R, Perfumo F, Queirolo C, Gusmano R. Characterization of cationic albumin in minimal change nephropathy. Kidney Int 1987;32:547–53.

63.     Sudlow G, Birkett DJ, Wade DN. Further characterization of specific drug binding sites on human serum albumin. Mol Pharmacol 1976;12:1052–61.

64.     Honore. B. Conformational changes in human serum albumin induced by ligand binding. Pharmacol Toxicol 1990;66 Suppl 2:7–26.

65.     Kragh-Hansen U, Chuang VT, Otagiri M. Practical aspects of the ligand-binding and enzymatic properties of human serum albumin. Biol Pharm Bull 2002;25:695–704.

66.     Ahmed-Ouameur A, Dianmantoglou S, Dedaghat-Herati MR, Nafishi SH, Carpentier R, Tajmir-Riahi HA. The effects of drug complexation on the stability and conformation of human serum albumin: protein unfolding. Cell Biochem Biophys 2006;45:203–13.

67.     Fogh-Andersen N. Albumin/calcium association at different pH, as determined by potentiometry.Clin Chem 1977;23:2122– 6.

68.     Fogh-Andersen N, Bjerrum PJ, Siggaard-Andersen O. Ionic binding, net charge, and Donnan effect of human serum albumin as a function of pH. Clin Chem 1993;39:48 –52.

69.     Fujiwara S, Amisaki T. Molecular dynamics study of conformational changes in human serum albumin by finding of fatty acids. Proteins 2006;64:730 –9.

70.     Hortin GL, Meilinger B. Cross-reactivity of amino acids and other compounds in the biuret reaction: interference with urinary peptide measurements. Clin Chem 2005;51:1411–9.

71.     Norden AGW, Sharratt P, Cutillas PR, Cramer R, Gardner SC, Unwin RJ. Quantitative amino acid and proteomic analysis: very low excretion of polypeptides >750 Da in normal urine. Kidney Int 2004;66:1994 –2003.

72.     Lowenthal MS, Mehta AL, Frogale K, Bandle RW, Araujo RP, Hood BL, et al. Analysis of albumin-associated peptides and proteins from ovarian cancer patients. Clin Chem 2005;51:1933–45.

73.     Lopez MF, Mikulski A, Kuzdzal S, Golenko E, Petricoin EF 3rd, Liotta LA, et al. A novel, highthroughput workflow for discovery and identification of serum carrier protein-bound peptide biomarker candidates in ovarian cancer samples. Clin Chem 2007;53:1067–74.

74.     Fiskerstrand T, Refsum H, Kvalheim G, Ueland PM. Homocysteine and other thiols in plasma and urine: automated determination and sample stability. Clin Chem 1993;39:263–71.

75.     Hortin GL, Seam N, Hoehn GT. Bound homocysteine, cysteine, and cysteinylglycine distribution between albumin and globulins. Clin Chem 2006;52:2258–64.

76.     Musante L, Candiano G, Petretto A, Bruschi M,Dimasi N, Caridi G, et al. Active focal segmental glomerulosclerosis is associated with massive oxidation of plasma albumin. J Am Soc Nephrol 2007;18:799–810.

77.     Oettl K, Stauber RE. Physiological and pathological changes in the redox state of albumin critically influence its binding properties. Br J Pharmacol 2007;151:580 –90.

78.     Wiggins RC, Kshrisagar B, Kelsch RC, Wilson BS. Fragmentation and polymeric complexes of albumin in human urine. Clin Chim Acta 1985;149:155– 63.

79.     Ghiggeri GM, Candiano G, Delfino G, Queirolo C. Electrical charge of serum and urinary albumin in normal and diabetic humans. Kidney Int 1985;28:168 –77.

80.     Yagame M, Suzuki D, Jinde K, Yano N, Naka R, Abe Y, et al. Urinary albumin fragments as a new clinical parameter for the early detection of diabetic nephropathy. Intern Med 1995;34:463–8.

81.     Candiano G, Musante L, Bruschi M, Petretto A, Santucci L, Del Boccio P, et al. Repetitive fragmentation products of albumin and α1-antitrypsin in glomerular diseases associated with nephritic syndrome. J Am Soc Nephrol 2006;17:3139–48.

82.     Sviridov D, Meilinger B, Drake SK, Hoehn GT, Hortin GL. Co-elution of other proteins with albumin during size-exclusion HPLC: implications for urine albumin analysis. Clin Chem 2006;52:389 –97.

83.     Chaudhury C, Mahnaz S, Robinson JM, Hayton WL, Pearl AM, Roopenian DC, Anderson CL. The major histocompatibility complex-related Fc receptor for IgG (FcRn) binds albumin and prolongs its lifespan. J Exp Med 2003;197:315–22.

84.     Westwood ME, Thornalley PJ. Molecular characteristics of methylglyoxal-modified bovine and human serum albumins: comparison with glucose-derived advanced glycation endproductmodified serum albumins. J Protein Chem 1995;14:359 –72.

85.     Wagner Z, Molnar M, Molnar GA, Tamasko M, Laczy B, Wagner L, et al. Serum carboxymethyllysine predicts mortality in hemodialysis patients. Am J Kidney Dis 2006;47:294 –300.

86.     Cha T, Tahara Y, Yamato E, Yoneda H, Ikegami H, Noma Y, et al. Renal handling of glycated albumin in non-insulin-dependent diabetes mellitus with nephropathy. Diabet Res Clin Pract 1991;12:149 –56.

87.     Cutillas PR, Chalkley RJ, Hansen KC, Cramer R, Norden AG, Waterfield MD, et al. The urinary proteome in Fanconi syndrome implies specificity in the reabsorption of proteins by renal proximal tubule cells. Am J Physiol Renal Physiol 2004;287:F353– 64.

88.     Gekle M. Renal tubule albumin transport. Ann Rev Physiol 2005;67:573–94.

89.     Hortin GL, Sviridov D. Analysis of molecular forms of albumin in urine. Proteomics Clin Appl 2008;2:950 –5.

90.     Thongboonkerd V, McLeish KR, Arthur JM, Klein JB. Proteomic analysis of normal urinary proteins isolated by acetone precipitation or ultracentrifugation. Kidney Int 2002;62:1461–9.

91.     Lafitte D, Dussol B, Andersen S, Vazi A, Dupuy P, Jensen ON, et al. Optimized preparation of urine samples for two-dimensional electrophoresis and initial application to patient samples. Clin Biochem 2002;35:581–9.

92.     Khan A, Packer NH. Simple urinary sample preparation for proteomic analysis. J Proteome Res 2006;5:2824 –38.

93.     Zerefos PG, Vougas K, Dimitraki P, Kossida S, Perolekas A, Stravodimos K, et al. Characterization of the human urine proteome by preparative electrophoresis in combination with 2-DE. Proteomics 2006;6:4346 –55.

94.     Varghese SA, Powell TB, Budisavljevic MN, Oates JC, Raymond JR, Almeida JS, Arthur JM. Urine biomarkers predict the cause of glomerular disease. J Am Soc Nephrol 2007;18:913–22.

95.     Kausler E, Spiteller G. Fragments from albumin and β2-microglobulin: constituents of the middle molecule fraction in hemofiltrate. Biol Chem Hoppe-Seyler 1991;372:849 –55.

96.     Heine G, Raida M, Forssmann WG. Mapping of peptides and protein fragments in human urine using liquid chromatography-mass spectrometry. J Chromatogr A 1997;776:117–24.

97.     Raida M, Schulz-Knappe P, Heine G, Forssmann WG. Liquid chromatography and electrospray mass spectrometric mapping of peptides from human plasma filtrate. J Am Soc Mass Spectrom 1999;10:45–54.

98.     Richter R, Schulz-Knappe P, Schrader M, Standker L, Jurgens M, Tammen H, Forssmann WG. Composition of the peptide fraction in human blood plasma: database of circulating human peptides. J. Chromatogr B 1999;726:25–35.

99.     Wittke S, Mischak H, Walden M, Kolch W, Radler T, Wiedemann K. Discovery of biomarkers in human urine and cerebrospinal fluid by capillary electrophoresis coupled to mass spectrometry: towards new diagnostic and therapeutic approaches. Electrophoresis 2005;26:1476–87.

100. Jurgens M, Appel A, Heine G, Neitz S, Menzel C, Tammen H, Zucht HD. Towards characterization of the human urinary peptidome. Comb Chem High Throughput Screen 2005;8:757– 65.

101. Haubitz M, Wittke S, Weissinger EM, Walden M, Rupprecht HD, Floege J, et al. Urine protein patterns can serve as diagnostic tools in patients with IgA nephropathy. Kidney Int 2005;67:2313–20.

102. Chalmers MJ, Mackay CL, Hendrickson CL, Wittke S, Walden M, Mischak H, et al. Combined top-down and bottom-up mass spectrometric approach to characterization of biomarkers for renal disease. Anal Chem 2005;77:7163–71.

103. Kemperman RF, Horvatovich PL, Hoekman B, Reijmers TH, Muskiet FA, Bischoff R. Comparative urine analysis by liquid chromatographymass spectrometry and multivariate statistics: method development, evaluation, and application to proteinuria. J Proteome Res 2007;6:194–206.

104. Brenner BM, Hostetter TH, Humes HD. Molecular basis of proteinuria of glomerular origin. N Engl J Med 1978;298:826 –33.

105. Norden AG, Lapsley M, Lee PJ, Pusey CD, Scheinman SJ, Tam FW, et al. Glomerular protein sieving and implications for renal failure in Fanconi syndrome. Kidney Int 2001;60:1885–92.

106. Brennan SO, George PM, Peach RJ. Characterisation of a slow component of normal human serum albumin. Clin Chim Acta 1988;176:179–84.

107. Brennan SO, George PM. Three truncated forms of serum albumin associated with pancreatic pseudocyst. Biochim Biophys Acta 2000;1481:337–43.

108. Bar-Or D, Rael LT, Bar-Or R, Slone DS, Craun ML. The formation and rapid clearance of a truncated albumin species in a critically ill patient. Clin Chim Acta 2006;365:346 –9.

109. Vlaskou D, Hofmann W, Guder WG, Siskos PA, Dinyssiou-Asteriou A. Human neutral brush border endopeptidase EC 3.4.24.11 in urine, its isolation, characterization and activity in renal disease. Clin Chim Acta 2000;297:103–21.

110. Bond JS, Matters GL, Banerjee S, Dusheck RE. Meprin metalloprotease expression and regulation in kidney, intestine, urinary tract infections and cancer. FEBS Lett 2005;579:3317–22.

111. Trof RJ, Di Maggio F, Leemreis J, Goeneveld AB. Biomarkers of acute renal injury and renal failure. Shock 2006;26:245–53.

112. Russo LM, Bakris GL, Comper WD. Renal handling of albumin: a critical review of basic concepts and perspective. Am J Kidney Dis 2002;39:899 –919.

113. Sakata S, Atassi MZ. Immunochemistry of serum albumin, X: five major antigenic sites of human serum albumin are extrapolated from bovine albumin and confirmed by synthetic peptides. Mol Immunol 1980;17:139–42.

114. Brinkman JW, Bakker SJ, Gansevoort RT, Hillege HL, Kema IP, Gans RO, et al. Which method for quantifying urinary albumin excretion gives what outcome? A comparison of immunonephelometry with HPLC. Kidney Int 2004;66(92S):S69 –75.

115. Giampietro O, Lucchetti A, Cruschelli L, Clerico A, Berni R, Penno G, et al. Measurement of urinary albumin excretion (UAE) in diabetic patients: immunonephelometry versus radioimmunoassay. J Nucl Med Allied Sci 1989;33:252–7.

116. Osicka TM, Comper WD. Characterization of immunochemically nonreactive urinary albumin. Clin Chem 2004;50:2286 –91.

117. Clavant SP, Sastra SA, Osicka TM, Comper WD. The analysis and characterization of immunounreactive urinary albumin in healthy volunteers. Clin Biochem 2006;39:143–51.

118. Owen WE, Roberts WL. Performance characteristics of an HPLC assay for urinary albumin. Am J Clin Pathol 2005;124:219 –25.

119. In vitro diagnostic medical devices—measurement of quantities in biological samples—metrological traceability of values assigned to calibrators and control materials. ISO 17511. Geneva: International Organization for Standardization; 2003.

120. Joint Committee for Traceability in Laboratory Medicine (JCTLM). Database of higher-order reference materials, measurement methods/procedures and services. http://www.bipm.org/jctlm/ (Accessed November 2008).

121.&am